Extracción y caracterización de quitina de escamas de tilapia roja (oreochromis sp.) del Huila mediante métodos químicos

Palabras clave: quitina, biopolímero, escamas, tilapia roja

Resumen

La quitina es el segundo biopolímero lineal más importante en el mundo. Avances recientes sugieren que la quitina se puede obtener de las escamas de peces. Para este artículo, se utilizaron tres tratamientos diferentes para obtener quitina de las escamas de tilapia roja (Orechromis sp.). Todas las muestras fueron insolubles en los solventes y ácidos usados; también presentaron diferentes porcentajes de carbono (3,27-55,80 %), oxígeno (22,09-42,51 %), nitrógeno (11,61-11,81 %), P (1,08-22,2 %), Ca (1,26-26,11 %), Na (0,53-1,02 %) y Mg (0,26-0,91 %). Las bandas de 3.340 cm-1 presentes en el espectro de infrarrojo corresponden al grupo hidroxilo de las bases de glucosamina poliméricas y los picos 1.415-1.456 cm-1 están relacionados con la banda N-H característica del grupo funcional amida. Las imágenes (SE) muestran diferentes dimensiones de partículas (0,1-30 μm) y las masas moleculares promedio, Mw, para Ch1, Ch2 y Ch3 fueron 1.064,28; 1.064,56; y 823,428, respectivamente, con una polidispersidad de 1,0074.

  • Referencias

    [1] S. Meza, “Analizan procesos productivos y prospectivas de la acuicultura en el Huila”. Panorama Acuícola, [En línea], Disponible: https://panoramaacuicola.com/2017/08/19/analizan-procesos-productivos-y-prospectivas-de-la-acuicultura-en-el-huila/, 2017

    [2] M. Arenas, Y. Vega, “Estudio de factibilidad para la creación de una planta procesadora de harina de pescado en el departamento del Huila”. Tesis de especialización en negocios y finanzas internacionales. Universidad Escuela Administradora de Negocios, EAN. Neiva, Colombia, 2010.

    [3] H. Ehrlich, M. Krautter, T. Hanke, P. Simon, C. Knieb, S. Heinemann, H. Worch, “First evidence of the presence of chitin in skeletons of marine sponges. Part II. Glass sponges (Hexactinellida: Porifera),” Journal of Experimental Xoology(Mol. Dev. Evol.), vol. 308B, n.°4 pp. 473-83, 2007.

    [4] D. Sukmawati, “Antagonism mechanism of fungal contamination animal feed using phylloplane yeasts isolated from the bintaro plant (Cerbera manghas) Bekasi in Java, Indonesia,” International Journal of current Microbiology and Applied Sciences, vol. 5, n.° 2, pp. 63-74, 2016.

    [5] J.I. Simionato, L.D. Guerra, M.K. Bulla, F.A. García, J. Carla, “Application of chitin and chitosan extracted from silkworm chrysalides in the treatment of textile effluents contaminated with remazol dyes,” Acta Scientiarum, vol. 36, n° 4, pp. 693-98, 2014.

    [6] W. Arbia, L. Arbia, L.Adour, A. Amrane, “Chitin extraction from crustacean shells using biological methods – A review,” Food Technology and Biotechnology, vol. 51, n.° 1, pp. 12-25, 2013.

    [7] S. Kumari, P.Rath, A.S Hari, T. Tiwari, “Extraction and characterization of chitin and chitosan from fishery waste by chemical method,” Environmental Technology & Innovation, vol. 3, pp. 77-85, 2015.

    [8] D. Sahoo, S. Sahoo, P. Mohanty, S. Sasmal, P.L. Nayak, “Chitosan: a new versatile bio-polymer for various applications,” Designed Monomers and Polymers, vol. 12, pp. 377-404, 2009.

    [9] R. Jayakumar, D. Menom, K. Manzoor, S.V. Nair, H. Tamura, “Biomedical applications of chitin and chitosan based-nanomaterials- A short review,” Carbohydrate polymers, vol. 82, n.° 2, p. 227-232, 2010.

    [10] H. Li. Zhang, W. Liu, “Effects of chitin and its derivative chitosan on postharvest decay of fruits: A review,” Int. J. Mol. Sci., vol. 12, pp. 917-934, 2011.

    [11] W. Suginta, P. Khunkaewla, A. Schulte, “Electrochemical biosensor applications of polysaccharides chitin and chitosan,” Chemical reviews, vol. 113, n.° 4, p. 497-508, 2008.

    [12] M. Kasaai, “A review of several reported procedures to determinate the degree of N-acetylation for chitin and chitosan using infrared spectroscopy,” Carbohydrate Polymer, vol. 71, n.° 4, p. 497-508, 2008.

    [13] V.S. Yeul, S.S. Rayalu, “Unprecedent chitin and chitosan: A chemical overview,” Journal of polymers and the enviromental, vol. 21, pp. 606-614, 2013.

    [14] B. S. Ndazi, C. Nyahumwa, J. Tesha, “Chemical and thermal stability of rice husks against alkali treatment,” Bioresources, vol. 3, n.° 4, pp. 1267-1277, 2008.

    [15] J. Uzun, O. Celik, “Physicochemical and the comparison of chitin and chitin modified with maleic anhydride,” Oriental Journal of Chemistry, vol. 31, n.° 2, pp. 619-27, 2015.

    [16] A. T. Ramaprasad, D. Latha, V. Rao, “Synthesis and characterization of polypyrrole grafted chitin,” Journal of physics and chemistry of solids, vol. 104, pp. 169-74, 2017.

    [17] S. Saharaee, J. M. Milani, B. Ghanbarzadeh, H. Hamishehkar, “Effect of corn oil on physical, termal and antifungal properties of gelatin-based nano chitin,” LWT – Food Science and Technology, vol. 76, pp. 33-9, 2017.
Publicado
2019-06-28
Cómo citar
García Gómez, A. G., Conde Quintero, M., & Castro Salazar, H. T. (2019). Extracción y caracterización de quitina de escamas de tilapia roja (oreochromis sp.) del Huila mediante métodos químicos. REVISTA INGENIERíAS UNIVERSIDAD DE MEDELLíN, 18(34), 71-81. https://doi.org/10.22395/rium.v18n34a5

Descargas

La descarga de datos todavía no está disponible.
Sección
Artículos